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Fettsäuresynthese

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Die biologische Fettsäuresynthese ist ein anaboler, assimilierender Stoffwechselprozess, bei dem Fettsäuren (z. B. zum Zweck der Speicherung von Energie) hergestellt werden. Sie verläuft durch sukzessiven Anbau von Malonyl-CoA an eine initial vorhandene Acetylgruppe, die an Coenzym A gebunden ist. Es lassen sich zwei de novo Fettsäuresynthesen unterscheiden: die cytosolische Fettsäuresynthese (FAS/FAS I) und die mitochondriale Fettsäuresynthese (mtFAS/mtFAS II).

Allgemeiner Reaktionsablauf

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Für die genaue Biosynthese inklusive Strukturformeln siehe Abschnitt Weblinks

Bei Säugetieren und Pilzen bleibt die im Aufbau befindliche Fettsäure bis zur endgültigen Fertigstellung an einem multifunktionellen Enzym, der sogenannten Fettsäure-Synthase Typ I (FAS I),[1] gebunden, die alle sieben Enzymfunktionen vereint. Sie besitzt eine periphere (distale) SH-Gruppe und eine zentrale (proximale) SH-Gruppe an einer Untereinheit des Komplexes, der Acyl-Carrier-Protein-Domäne (ACP). Die einzelnen Enzymfunktionen und ACP sind bei Pflanzen und Bakterien auf verschiedene Proteine verteilt, die sich zu einem Proteinkomplex zusammenlagern. Ebenso existiert bei allen Eukaryoten ein zweiter Fettsäuresyntheseweg in den Mitochondrien, bei welchem die Enzymaktivitäten auf Einzelproteine verteilt sind.[2]

Der Reaktionsweg der cytosolischen Fettsäuresynthese läuft wie folgt ab:

1) Acetyl-CoA entsteht in mehreren Prozessen, hauptsächlich durch oxidative Decarboxylierung von Pyruvat in der Glykolyse, durch Abbau von Aminosäuren oder durch β-Oxidation von Fettsäuren, dem umgekehrten zum hier dargestellten Prozess.
2)
Carboxylierung (Anlagerung von CO2) von freiem Acetyl-CoA zu Malonyl-CoA außerhalb des Komplexes durch die Acetyl-CoA-Carboxylase (mit der prosthetischen Gruppe Biotin).
3) Malonyl-CoA+ACP-SH→ACP−S−MalonyltransferaseCoA-SH+Malonyl-ACP
Bindung des Malonyl-CoA an die Acyl-Carrier-Protein-Domäne durch die Malonyl-Transferase[3], dabei wird Coenzym A wieder abgespalten.
4)
Der Acetylrest kondensiert unter Abspaltung von CO2 mithilfe der Ketoacyl-Synthase[4] an den Malonylrest, es bildet sich eine Acetoacetylgruppe (C4) an der proximalen SH-Gruppe; mit jeder der acht „Zyklen“, die die Reaktion durchläuft, bekommt dieses Zwischenprodukt mehr C-Atome (hat folglich auch einen anderen Namen). In Pflanzen und Bakterien kann auch ein anderes Enzym die Kette verlängern, das Acetyl-CoA direkt als Substrat benutzt (KAS III, EC 2.3.1.180).
5)
Reduktion der Keto-Gruppe des Ketoacylrests an C3 durch die Ketoacyl-ACP-Reduktase[5], das Produkt ist ein Hydroxyacylrest.
6)
Dehydratisierung des Hydroxyacylrests durch die Hydroxyacyl-ACP-Dehydratase[6] zwischen C2 und C3.
7)
Zweite Reduktion der Doppelbindung durch die Enoyl-ACP-Reduktase[7].
8) Anlagerung von Malonyl-CoA an die ACP-Domäne (=Schritt 3), anschließend sechsmalige Wiederholung des Zyklus und damit Verlängerung des Acylrests an der proximalen SH-Gruppe.
9) Palmitinsäure: C16 wird durch eine Acyl-Hydrolase freigesetzt und dissoziiert sofort zu Palmitat.

Dieser Vorgang wiederholt sich bis zur Fertigstellung, wobei meistens Palmitinsäure durch eine Thiolase hydrolytisch abgespalten wird. Hierbei ist zu beachten, dass die Fettsäure zunächst frei vorliegt. Das Schlüsselenzym der Fettsäuresynthese ist die Acetyl-CoA-Carboxylase, die sowohl allosterisch als auch hormonell reguliert wird.

Die Kettenverlängerung der Fettsäuren wird in der Pflanze durch Elongasen katalysiert.

Dieser Stoffwechselweg spielt beim Menschen unter gewöhnlichen Nahrungsbedingungen eine geringe Rolle, da durch die Nahrung bereits genügend Fette aufgenommen werden. Infolgedessen besteht nicht die Notwendigkeit, aus Kohlenhydraten Fettsäuren aufzubauen. Bei Tieren hat die Fettsäuresynthese noch eine größere Rolle, da diese z. B. eine erhebliche Fettreserve für den Winter bilden müssen.

Ungeradzahlige Fettsäuren

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Fettsäureketten mit ungerader Anzahl von Kohlenstoffatomen entstehen, wenn Propionyl-CoA anstelle von Acetyl-CoA als Startmolekül dient. Die Kettenverlängerung findet dann, wie schon bei den geradzahligen Fettsäuren beschrieben, durch sukzessive Reaktionen mit Malonyl-CoA statt.[8]

Verzweigtkettige Fettsäuren

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iso-Pentadecansäure
anteiso-Pentadecansäure

Verzweigungen am Alkyl-Ende der Fettsäure ergeben sich, wenn die Synthese mit einem verzweigten Molekül beginnt. Dabei spricht man beim Vorhandensein einer zusätzlichen Methylgruppe am vorletzten Kohlenstoffatom der Hauptkette von einer iso-Fettsäure und am vorvorletzten von einer anteiso-Fettsäure. Iso-Fettsäuren entstehen, wenn die Synthese mit Isovaleryl-CoA oder Isobutyryl-CoA beginnt. Diese Verbindungen leiten sich von den verzweigtkettigen Aminosäuren Leucin beziehungsweise Valin ab. Dagegen entsteht durch den Synthesestart mit 2-Methylbutyryl-CoA, das sich von Isoleucin ableitet, eine anteiso-Fettsäure. Weiter innerhalb der Fettsäurekette können aber ebenfalls Methyl-Verzweigungen während der Synthese erzeugt werden. Das geschieht, wenn die Kettenverlängerung nicht mit Malonyl-CoA, sondern mit Methylmalonyl-CoA durchgeführt wird.[8]

Für etliche Bakterienarten wie die Mykobakterien ist die Synthese von verzweigtkettigen Fettsäuren von großer Bedeutung, da Kettenverzweigungen eine Möglichkeit zur Regulierung der Membranfluidität darstellen. Die Biosynthese der längsten natürlichen Fettsäuren, der Mykolsäuren, ist so umfangreich, dass sie hier nicht detailliert dargestellt werden kann.[9]

Mitochondriale Fettsäuresynthese

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Neben der Fettsäuresynthese im Cytosol (FAS/FAS I) gibt es bei Eukaryonten auch eine weitere de novo Fettsäuresynthese in den Mitochondrien (mtFAS/mtFASII). Dieser Syntheseweg wurde erstmals 1990 in Neurospora crassa beschrieben.[10][11] Die mitochondriale Fettsäuresynthese ist essentiell für die Zellatmung und die mitochondriale Biogenese.[12] Sie ist auch für das respiratorische Wachstum in Hefen und für das embryonale Überleben in Säugetieren erforderlich.[13]

Reaktionsablauf

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Ablauf der mitochondrialen Fettsäuresynthese

Der mtFAS-Stoffwechselweg besteht aus mindestens sechs einzeln vorhandenen Enzymen, die alle von separaten Genen kodiert werden.[14] Dies unterscheidet ihn von der cytosolischen Fettsäuresynthese, bei der das multifunktionelle Enzym Fettsäuresynthase (FASN) alle enzymatischen Aktivitäten in einer einzigen Polypeptidkette enthält und von einem einzigen Gen kodiert wird.[14] Trotz dieses strukturellen Unterschieds verwenden mtFAS und FAS die gleiche Chemie, um Fettsäuren zu bilden.[10]

Bei der mtFAS dient das mitochondriale Acyl-Carrier-Protein (ACP) als lösliches Gerüstprotein in der mitochondrialen Matrix, das die wachsenden Fett-Acyl-Ketten kovalent an sich bindet.[10] Malonyl-CoA, das von mtACC1 (einer mitochondrialen Isoform der Acetyl-CoA-Carboxylase 1) aus Acetyl-CoA und von Acyl-CoA-Synthetase-Familienmitglied 3 (ACSF3) aus Malonsäure gebildet wird, dient als Kettenverlängerungseinheit.[15][16] Die genaue mitochondriale Quelle für Malonyl-CoA ist jedoch noch nicht abschließend geklärt.[17]

In jeder Runde der Kettenverlängerung wird zunächst Malonyl-CoA durch Malonyl-CoA:ACP-Transacylase (MCAT) auf ACP übertragen, um Malonyl-ACP zu bilden, das dann mit dem wachsenden Acyl-ACP (mit Acetyl-ACP in der ersten Runde) kondensiert, katalysiert durch 3-Oxoacyl-ACP-Synthase (OXSM), wobei CO2 freigesetzt und die Kette um zwei Kohlenstoffe verlängert wird.[14] Anschließend durchläuft die neu verlängerte Fettacylkette an ACP (3-Ketoacyl-ACP) eine Reduktion durch Estradiol-17β-Dehydrogenase 8 (HSD17B8) und Carbonylreduktase 4 (CBR4), eine Dehydratisierung durch 3-Hydroxyacyl-ACP-Dehydratase 2 (HTD2), und eine weitere Reduktion durch trans-2-Enoyl-CoA-Reduktase (MECR), wodurch wieder eine gesättigte Fettsäure an ACP (Acyl-ACP) entsteht, die dann als Substrat für die nächste Verlängerungsrunde zur Verfügung steht.[14]

Diese Schritte wiederholen sich, bis eine achtkettige, gesättigte Fettsäure an ACP – bekannt als Octanoyl-ACP (C8) – gebildet ist.[10] An diesem Punkt kann diese an ACP gebundene mittelkettige Fettsäure entweder den mtFAS-Stoffwechselpfad verlassen oder für die weitere Verlängerung zu langkettigen Fettsäuren (C14-C16) auf diesem verbleiben.[10] Da bei keiner Tierart eine mitochondriale Thioesterase identifiziert wurde, bleibt das Endprodukt der mtFAS an ACP gebunden und wird nicht als freie Fettsäure freigesetzt.[10]

Funktion

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Die mitochondriale Fettsäuresynthese spielt eine entscheidende Rolle im zellulären Energiestoffwechsel, indem sie Octanoyl-ACP (C8) erzeugt, das als direkter Vorläufer für die Biosynthese von Liponsäure dient.[18] Liponsäure ist ein essentieller Cofaktor, der in einem als Lipoylierung bezeichneten Prozess kovalent an spezifische Lysinreste von Zielenzymen gebunden wird.[19] Diese posttranslationale Modifikation ist wesentlich für die Aktivität wichtiger mitochondrialer Enzymkomplexe, namentlich des Pyruvat-Dehydrogenase-Komplexes (PDC), des α-Ketoglutarat-Dehydrogenase-Komplexes (OGDC), des 2-Oxoadipat-Dehydrogenase-Komplexes (2-OADHC), des verzweigtkettigen α-Ketosäure-Dehydrogenase-Komplexes (BCKDC) und des Glycine-Cleavage-Systems (GCS).[19][20]

Parallel dazu stellen mtFAS und seine Acyl-ACP-Produkte einen metabolischen Rückkopplungsmechanismus dar, der den Verbrauch von Acetyl-CoA in den Mitochondrien reguliert und so die Lipidsynthese mit der allgemeinen Stoffwechselkontrolle verbindet.[17]

Neben Octanoyl-ACP produziert mtFAS auch längerkettige Acyl-ACP-Spezies wie Myristoyl-ACP (C14) und Palmitoyl-ACP (C16), die mit Mitgliedern der Leucin-Tyrosin-Arginin-Motiv-Proteinfamilie (LYRM) interagieren.[10] Diese LYRM-Proteine sind für die korrekte Assemblierung und die Stabilität der Elektronentransportketten-Komplexe (ETC) und für die Biogenese von Eisen-Schwefel-Clustern (Fe-S) in den Mitochondrien entscheidend.[10]

Zusätzlich zu diesen enzymatischen und strukturellen Aufgaben wird die mtFAS auch als Mediator der intrazellulären Signaltransduktion in Verbindung gebracht.[21] Dies wird durch die Beobachtung gestützt, dass der Gehalt an bioaktiven Lipiden – wie Lysophospholipiden und Sphingolipiden – mit der mtFAS-Aktivität korreliert.[21] So führt beispielsweise der Knock-down von ACP zu einer Verringerung des Ceramidgehaltes, während der Verlust des terminalen mtFAS-Enzyms MECR zu einer Ceramidanhäufung führt.[21][22]

Eine wichtige Funktion von mtFAS ist die Regulierung des Immunzellstoffwechsels. CRISPR/Cas9-Screens haben die mtFAS-Gene – insbesondere Mecr, Mcat und Oxsm – als Schlüsselregulatoren des T-Zell-Stoffwechsels identifiziert.[23] Während MECR für die Aufrechterhaltung der naiven T-Zellen nicht erforderlich ist, beeinträchtigt sein Verlust in aktivierten T-Zellen die Proliferation, das Überleben und die Differenzierung.[23] MECR-Mangel stört die mitochondriale Atmung, verändert die Citratzyklus-Aktivität und erhöht die Ferroptose-Empfindlichkeit, was letztlich die T-Zell-Fitness und die Entzündungskapazität reduziert.[23]

Krankheiten

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Störungen im mtFASII-Pfad führen zu den folgenden Stoffwechselerkrankungen:

Vergleich der cytosolischen und mitochondrialen Fettsäuresynthese

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Nachfolgend werden Gemeinsamkeiten und Unterschiede zwischen der cytosolischen und mitochondrialen Fettsäuresynthese aufgezeigt:

Übergeordnet
Lipidbiosynthese
Metabolismus der Fettsäuren
Gene Ontology
QuickGO
Merkmal Cytosolische Fettsäuresynthese (FAS/FAS I) Mitochondriale Fettsäuresynthese (mtFAS/mtFAS II)
Ort der Synthese Cytosol Mitochondriale Matrix[10]
Enzymsystem FAS Typ I (multifunktionelles Enzym) FAS Typ II (einzelne Enzyme)[10]
Regulation Schlüsselenzym Acetyl-CoA-Carboxylase Unbekannt
Aktivierung Allosterisch: Citrat

Hormonell: Insulin

 Unbekannt
Hemmung Allosterisch: Palmitoyl-CoA

Hormonell: Glucagon, Cortisol, Adrenalin, Noradrenalin

 Unbekannt
Primer Acetyl-CoA (aus Mitochondrien über Citrat-Malat-Shuttle) Acetyl-CoA (direkt in der Mitochondrienmatrix vorhanden), Malonsäure[10]
Verlängerungseinheiten Malonyl-CoA (aus der Carboxylierung von Acetyl-CoA) Malonyl-CoA (hauptsächlich aus der Carboxylierung von Acetyl-CoA, aber auch aus der Thioesterifizierung von Malonsäure)
Cofaktoren Reduktionsmittel NADPH NADPH
Andere ATP, Biotin (beide für die Umwandlung zu Malonyl-CoA) ATP, Biotin (beide auch für Malonyl-CoA)
Thioesterase Vorhanden im Cytosol Keine bekannt in den Mitochondrien[10]
Endprodukt(e) Hauptsächlich Palmitat (C16:0) Octanoyl-ACP (C8), Myristoyl-ACP (C14), Palmitoyl-ACP (C16)[10]
Funktion Lipidspeicherung, Energiegleichgewicht, Membranstruktur Vorstufen für Cofaktoren, wie Liponsäure (für PDH-Komplex, αKGDH-Komplex, 2-Oxoadipat-Dehydrogenase-Komplex, BCKDH-Komplex und Glycine-Cleavage-System);[18][10] Assemblierung der Elektronentransportkette (ETC);[10] Biogenese von Eisen-Schwefel-Clustern;[10] Rolle im Ceramid-Stoffwechsel[10]
Teilnahme an Lipidsynthese Zentrale Rolle bei der de novo Lipogenese Nur ergänzende Rolle
Phylogenetische Ähnlichkeiten Eukaryoten-spezifisch Bakterienähnlich (evolutionär konserviert)

Fettsäuresynthese bei Pflanzen

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Bei Pflanzen läuft die Fettsäuresynthese nur in den Plastiden ab, bei grünen Pflanzenzellen in den Chloroplasten, sonst in den Chromoplasten, Leukoplasten oder Proplastiden. Es laufen dieselben Reaktionen wie im Cytosol ab, jedoch werden nur Fettsäuren bis C18 synthetisiert. Diese können maximal eine Doppelbindung durch eine lösliche Desaturase des Stromas erhalten. Nach Transport ins glatte endoplasmatische Retikulum (sER) erfolgt die Kettenverlängerung, im sER können durch membrangebundene Desaturasen weitere Doppelbindungen eingebaut werden. Der Abbau der Fettsäuren erfolgt bei Pflanzen nicht in den Mitochondrien, sondern nur in Peroxisomen.

Langkettige Fettsäuren sind in Pflanzen der Ausgangspunkt für die Biosynthese von Wachs und Cutin, welche beide für den Schutz vor der Umgebung unentbehrlich sind.

Literatur

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Einzelnachweise

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  1. ↑ EC 2.3.1.85 (Fettsäure-Synthase (MEC)).
  2. ↑ J. K. Hiltunen u. a.: Mitochondrial fatty acid synthesis and respiration. In: Biochimica_et_biophysica_acta Band 1797, Nummer 6–7, 2010 Jun-Jul, S. 1195–1202. doi:10.1016/j.bbabio.2010.03.006. PMID 20226757. (Review).
  3. ↑ EC 2.3.1.39 (ACP-S-Malonyltransferase).
  4. ↑ EC 2.3.1.41 (β-Ketoacyl-ACP-Synthase I).
  5. ↑ EC 1.1.1.100 (3-Ketoacyl-ACP-Reduktase).
  6. ↑ EC 4.2.1.61 (3-Hydroxypalmitoyl-ACP-Hydratase).
  7. ↑ EC 1.3.1.10 (Enoyl-ACP-Reduktase).
  8. 1 2 Klaus Urich: Comparative Animal Biochemistry. Springer, Berlin 1994, ISBN 3-540-57420-4, S. 564 f. (englisch).
  9. ↑ T. Kaneda: Iso- and anteiso-fatty acids in bacteria: biosynthesis, function, and taxonomic significance. In: Microbiol. Rev. 55(2); June 1991: S. 288–302, PMID 1886522 (freier Volltextzugang).
  10. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 Riley J. Wedan, Jacob Z. Longenecker, Sara M. Nowinski: Mitochondrial fatty acid synthesis is an emergent central regulator of mammalian oxidative metabolism. In: Cell Metabolism. Band 36, Nr. 1, Januar 2024, S. 36–47, doi:10.1016/j.cmet.2023.11.017, PMID 38128528, PMC 10843818 (freier Volltext) – (elsevier.com).
  11. ↑ Steve Mikolajczyk, Stuart Brody: De novo fatty acid synthesis mediated by acyl‐carrier protein in Neurospora crassa mitochondria. In: European Journal of Biochemistry. Band 187, Nr. 2, Januar 1990, ISSN 0014-2956, S. 431–437, doi:10.1111/j.1432-1033.1990.tb15322.x (wiley.com).
  12. ↑ Alexander J. Kastaniotis, Kaija J. Autio, Juha M. Kerätär, Geoffray Monteuuis, Anne M. Mäkelä, Remya R. Nair, Laura P. Pietikäinen, Antonina Shvetsova, Zhijun Chen, J. Kalervo Hiltunen: Mitochondrial fatty acid synthesis, fatty acids and mitochondrial physiology. In: Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. Band 1862, Nr. 1, Januar 2017, S. 39–48, doi:10.1016/j.bbalip.2016.08.011 (elsevier.com).
  13. ↑ Rajaram Venkatesan, Shiv K. Sah-Teli, Luqman O. Awoniyi, Guangyu Jiang, Piotr Prus, Alexander J. Kastaniotis, J. Kalervo Hiltunen, Rik K. Wierenga, Zhijun Chen: Insights into mitochondrial fatty acid synthesis from the structure of heterotetrameric 3-ketoacyl-ACP reductase/3R-hydroxyacyl-CoA dehydrogenase. In: Nature Communications. Band 5, Nr. 1, 9. September 2014, ISSN 2041-1723, doi:10.1038/ncomms5805 (nature.com).
  14. 1 2 3 4 Sara M Nowinski, Ashley Solmonson, Scott F Rusin, J Alan Maschek, Claire L Bensard, Sarah Fogarty, Mi-Young Jeong, Sandra Lettlova, Jordan A Berg, Jeffrey T Morgan, Yeyun Ouyang, Bradley C Naylor, Joao A Paulo, Katsuhiko Funai, James E Cox, Steven P Gygi, Dennis R Winge, Ralph J DeBerardinis, Jared Rutter: Mitochondrial fatty acid synthesis coordinates oxidative metabolism in mammalian mitochondria. In: eLife. Band 9, 17. August 2020, ISSN 2050-084X, doi:10.7554/eLife.58041, PMID 32804083, PMC 7470841 (freier Volltext) – (elifesciences.org).
  15. ↑ Andrzej Witkowski, Jennifer Thweatt, Stuart Smith: Mammalian ACSF3 Protein Is a Malonyl-CoA Synthetase That Supplies the Chain Extender Units for Mitochondrial Fatty Acid Synthesis. In: Journal of Biological Chemistry. Band 286, Nr. 39, September 2011, S. 33729–33736, doi:10.1074/jbc.M111.291591, PMID 21846720, PMC 3190830 (freier Volltext) – (elsevier.com).
  16. ↑ Geoffray Monteuuis, Fumi Suomi, Juha M. Kerätär, Ali J. Masud, Alexander J. Kastaniotis: A conserved mammalian mitochondrial isoform of acetyl-CoA carboxylase ACC1 provides the malonyl-CoA essential for mitochondrial biogenesis in tandem with ACSF3. In: Biochemical Journal. Band 474, Nr. 22, 15. November 2017, ISSN 0264-6021, S. 3783–3797, doi:10.1042/BCJ20170416 (portlandpress.com).
  17. 1 2 Sara M. Nowinski, Jonathan G. Van Vranken, Katja K. Dove, Jared Rutter: Impact of Mitochondrial Fatty Acid Synthesis on Mitochondrial Biogenesis. In: Current Biology. Band 28, Nr. 20, Oktober 2018, S. R1212–R1219, doi:10.1016/j.cub.2018.08.022, PMID 30352195, PMC 6258005 (freier Volltext) – (elsevier.com).
  18. 1 2 Zeinab Wehbe, Sidney Behringer, Khaled Alatibi, David Watkins, David Rosenblatt, Ute Spiekerkoetter, Sara Tucci: The emerging role of the mitochondrial fatty-acid synthase (mtFASII) in the regulation of energy metabolism. In: Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular and Cell Biology of Lipids. Band 1864, Nr. 11, November 2019, ISSN 1388-1981, S. 1629–1643, doi:10.1016/j.bbalip.2019.07.012.
  19. 1 2 Elizabeth A Rowland, Caroline K Snowden, Ileana M Cristea: Protein lipoylation: an evolutionarily conserved metabolic regulator of health and disease. In: Current Opinion in Chemical Biology. Band 42, Februar 2018, S. 76–85, doi:10.1016/j.cbpa.2017.11.003, PMID 29169048, PMC 5965299 (freier Volltext) – (elsevier.com).
  20. ↑ Ashley Solmonson, Ralph J. DeBerardinis: Lipoic acid metabolism and mitochondrial redox regulation. In: Journal of Biological Chemistry. Band 293, Nr. 20, Mai 2018, S. 7522–7530, doi:10.1074/jbc.TM117.000259, PMID 29191830, PMC 5961061 (freier Volltext) – (elsevier.com).
  21. 1 2 3 Hayley B. Clay, Angelika K. Parl, Sabrina L. Mitchell, Larry Singh, Lauren N. Bell, Deborah G. Murdock: Altering the Mitochondrial Fatty Acid Synthesis (mtFASII) Pathway Modulates Cellular Metabolic States and Bioactive Lipid Profiles as Revealed by Metabolomic Profiling. In: PLOS ONE. Band 11, Nr. 3, 10. März 2016, ISSN 1932-6203, S. e0151171, doi:10.1371/journal.pone.0151171, PMID 26963735, PMC 4786287 (freier Volltext).
  22. ↑ Debdeep Dutta, Oguz Kanca, Seul Kee Byeon, Paul C. Marcogliese, Zhongyuan Zuo, Rishi V. Shridharan, Jun Hyoung Park, Undiagnosed Diseases Network, Guang Lin, Ming Ge, Gali Heimer, Jennefer N. Kohler, Matthew T. Wheeler, Benny A. Kaipparettu, Akhilesh Pandey, Hugo J. Bellen: A defect in mitochondrial fatty acid synthesis impairs iron metabolism and causes elevated ceramide levels. In: Nature Metabolism. Band 5, Nr. 9, September 2023, ISSN 2522-5812, S. 1595–1614, doi:10.1038/s42255-023-00873-0, PMID 37653044, PMC 11151872 (freier Volltext) – (nih.gov).
  23. 1 2 3 KayLee K. Steiner, Arissa C. Young, Andrew R. Patterson, Erin Q. Jennings, Channing Chi, Zaid Hatem, Darren Heintzman, Ayaka Sugiura, Emily N. Arner, Allison E. Sewell, Matthew Z. Madden, Richmond Okparaugo, Emilia V. Fallman, Katherine Gibson-Corley, Kelsey Voss, Denis Mogilenko, Jeffrey Rathmell: Mitochondrial Fatty Acid Synthesis and Mecr Regulate CD4+ T Cell Function and Oxidative Metabolism. In: bioRxiv: The Preprint Server for Biology. 11. Juli 2024, ISSN 2692-8205, S. 2024.07.08.602554, doi:10.1101/2024.07.08.602554, PMID 39026793, PMC 11257487 (freier Volltext) – (nih.gov [abgerufen am 20. April 2025]).
  24. 1 2 Alexander J. Kastaniotis, Kaija J. Autio, Remya R. Nair: Mitochondrial Fatty Acids and Neurodegenerative Disorders. In: The Neuroscientist. Band 27, Nr. 2, April 2021, ISSN 1073-8584, S. 143–158, doi:10.1177/1073858420936162 (sagepub.com).
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