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Tour of Somerville und Lichtscheibenmikroskopie: Unterschied zwischen den Seiten

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[[Datei:Spim_prinziple.svg|thumb|upright=1.5|Prinzip der Beleuchtung bei der Lichtscheibenmikroskopie. Anregungslicht für die [[Fluoreszenz]] (hier blau dargestellt) wird durch optische Elemente in eine Lichtscheibe (auch: Lichtblatt) umgeformt, die die Probe (grün) durchdringt und dort Fluoreszenz auslöst. Diese wird vom Objektiv aufgenommen und über den gewöhnlichen Strahlengang des Mikroskops auf eine Kamera abgebildet. ]]
[[Datei:TourofSomerville.JPG|miniatur|Die ''Tour of Somerville'' (2008)]]
Die '''Lichtscheibenmikroskopie''' bzw. '''Lichtscheibenfluoreszenzmikroskopie''', kurz LSFM (von {{enS|'''Lightsheet Fluorescence Microscopy'''}}) oder SPIM (von {{enS|'''Single Plane Illumination Microscopy'''}}, {{lang|en|'''Selective Plane Illumination Microscopy'''}}, auch {{lang|en|'''Lightsheet Microscopy''' und '''Lichtblattmikroskopie'''}}) ist ein [[Fluoreszenzmikroskop|fluoreszenzmikroskopisches]] Verfahren, bei dem nur eine dünne Schicht in der Probe beleuchtet wird, typischerweise einige [[Meter #Dezimale Vielfache|Mikrometer]]. Verglichen mit herkömmlicher Fluoreszenzmikroskopie führt dies zu besserer [[Auflösung (Mikroskopie)|Auflösung]] und deutlich vermindertem Bildhintergrund. Außerdem werden negative Effekte durch Bleichen oder lichtinduzierten Stress in biologischen Proben vermindert.
Die '''Tour of Somerville''' (TOS) ist ein [[Kriterium (Radsport)|Radsport-Kriterium]], das jährlich am [[Memorial Day]]<ref>Der ''Memorial Day'' ist am letzten Montag im Mai.</ref> in [[Bridgewater (New Jersey)|Bridgewater]], [[New Jersey]], ausgetragen wird. Die TOS ist das älteste noch existierende [[Radrennen]] der USA.


[[File:Lsfm lightsheetinsample.svg|thumb|upright=1.5|Vergleich verschiedener Fluoreszenzmikroskopie-Methoden (LSFM: Lichtscheibenfluoreszenzmikroskopie, WF: Weitfeld-Auflichtfluoreszenzmikroskopie, CF: Confocale Mikroskopie). ill: Beleuchtung (Illumination); det: Detektion. LSFM zeigt gutes z-sectioning und beleuchtet nur diejenige Ebene der Probe, die auch beobachtet werden.]]
Erstmals wurde das Rennen 1940 ausgetragen. Ursprünglich sollte es im wenige Kilometer entfernten Somerville stattfinden, was sich als unmöglich erwies, weil es von einer [[State Highway]] durchkreuzt wird und es verboten ist, auf einer solchen Radrennen zu veranstalten. Initiator war der ehemalige [[Radrennfahrer]] und Fahrradhändler [[Fred Kugler]] aus Somerville, dessen Sohn [[Furman Kugler]] die ersten beiden Austragungen gewann und dessen Freund [[Carl Anderson (Radsporterl)|Carl Anderson]] die dritte. Beide Radsportler fielen im [[Zweiter Weltkrieg|Zweiten Weltkrieg]]; zur Erinnerung an sie trägt das Rennen den Zusatz ''Kugler-Anderson Memorial Tour''.


Das Verfahren wird in der Zellbiologie<ref>Philipp J. Keller, Ernst H. K. Stelzer: ''Lichtscheiben-Mikroskopie in der molekularen Zellbiophysik'' In: ''LABORWELT.'' 7.&nbsp;Jahrgang, Nr.&nbsp;5, 2006, S.&nbsp;18–21 ([http://www.laborwelt.de/fileadmin/dateien/PDF-Ausgaben/2006/LW2006_05.pdf Online-Version]; PDF; 7,5&nbsp;MB).</ref> und auch zu Fluoreszenzuntersuchungen an lebenden Organismen verwendet.<ref>U. Krzic, S. Günther, L. Hufnagel, D. von Gegerfelt, H. Karlsson, E. Illy, J. Hel: ''Lichtscheiben-Fluoreszenzmikroskopie (SPIM) und Laser-Anregung in orange zur Abbildung lebender Organismen.'' In: ''BioPhotonik.'' Nr.&nbsp;1, 2011, S.&nbsp;42–44 ([http://www.photonik.de/index.php?id=112&seitenid=11&fachid=2078&readpdf=biophotonik_2011_01_042.pdf Online-Version]).</ref> Viele Anwendungen finden sich auch bei Langzeitbeobachtungen der [[Embryonalentwicklung]] in [[Modellorganismus|Modellorganismen]] ([[Entwicklungsbiologie]]).
Heute hat das Rennen den Charakter eines Volksfestes und wird ''The [[Kentucky Derby]] of Cycling'' genannt; es führt in einer 1,3 Meilen langen Runde durch den Ortskern von Bridgewater über insgesamt rund 50 Meilen.<ref>[http://www.nj.com/news/index.ssf/2010/05/more_than_500_cyclists_race_in.html ''More than 500 cyclists race in annual Tour of Somerville'' auf nj.com v. 31. Mai 2010)] (engl.)</ref> Die Festivitäten gehen über das gesamte Wochenende bis zum Rennen der Elite-Männer am Montag. Seit 1976 wird das Rennen unter dem Namen ''Mildred Kugler Women's Open'' auch für Frauen ausgetragen.


Die Anfang des 21. Jahrhunderts entwickelte Lichtscheibenmikroskopie<ref name="DOI10.1111/j.1365-2818.1993.tb03346.x">{{cite journal| author = A. H. Voie, D. H. Burns, F. A. Spelman| year = 1993| month = 06| title = Orthogonal-plane fluorescence optical sectioning: Three-dimensional imaging of macroscopic biological specimens| journal = Journal of Microscopy| volume = 170| issue = 3| pages = 229–236| doi = 10.1111/j.1365-2818.1993.tb03346.x| id = {{ISSN|00222720}}}}</ref>
1993 wurde die ''Tour of Somerville'' mit der Spezial-Ehrung der ''[[United States Bicycling Hall of Fame]]'' ausgezeichnet.
<ref name="PMID15310904"/> führte eine Beleuchtungsgeometrie in die Fluoreszenzmikroskopie ein, die in vergleichbarer Form Anfang des 20. Jahrhunderts mit dem [[Ultramikroskop|Spaltultramikroskop]] bereits erfolgreich in der [[Dunkelfeldmikroskopie]] verwendet wurde.<ref name="DOI10.1002/anie.201204688">{{cite journal| author = Timo Mappes, Norbert Jahr, Andrea Csaki, Nadine Vogler, Juergen Popp, Wolfgang Fritzsche| year = 2012| month = 11| day = 05| title = The Invention of Immersion Ultramicroscopy in 1912-The Birth of Nanotechnology?| journal = Angewandte Chemie International Edition| volume = 51| issue = 45| pages = 11208–11212| doi = 10.1002/anie.201204688| id = {{ISSN|14337851}}}}</ref>


== Trivia ==
== Aufbau ==
=== Grundlegender Aufbau ===
1955 unterbrach der 21jährige frischgebackene Ehemann Patrick Murphy seine Flitterwochen, um bei dem Rennen zu starten. Er gewann in einer neuen Rekordzeit von zwei Stunden und zwei Minuten.
[[File:Lsfm methods.svg|thumb|upright=1.5|Illustration verschiedener LSFM-Typen. Details finden sich im Fließtext. Legende: ''CAM = Kamera, TL = Tubuslinse, F = Filter, DO = Detektionsobjektiv, S = Probe, SC = Probenkammer, PO = Projektionsobjektiv, CL = Zylinderlinse, SM = Scan-Spiegel'']]
<div style="clear:both;" />
Bei dieser Art der Mikroskopie<ref name="PMID17578115">K. Greger, J. Swoger, E. H. Stelzer: ''Basic building units and properties of a fluorescence single plane illumination microscope.'' In: ''The Review of scientific instruments.'' Band 78, Nr. 2, 2007, {{ISSN|0034-6748}}, S.&nbsp;023705, PMID 17578115.</ref> wird senkrecht zur Beobachtungsrichtung Anregungslicht eingestrahlt (typischerweise durch einen [[Laser]], der auf die Absorptionsbanden des gewählten [[Fluoreszenzfarbstoff]]es abgestimmt ist, z. B. aus einem Argon-Laser bei 488 nm für [[grün fluoreszierendes Protein]]). Der aufgeweitete, kollimierte Laserstrahl wird mit Hilfe einer Zylinderlinse nur in einer Richtung fokussiert. So ergibt sich im Fokus eine „Lichtscheibe“, die nur eine dünne Schicht innerhalb der Probe ausleuchtet. Um die numerische Apertur der Lichtscheibe zu erhöhen (und ihre Dicke so zu reduzieren), wird üblicherweise eine Kombination aus Zylinderlinse und einem Mikroskopobjektiv eingesetzt. Fluoreszenzfarbstoffmoleküle in der ausgeleuchteten Schicht werden zur Fluoreszenz angeregt, welche dann senkrecht dazu mit Hilfe eines Lichtmikroskops beobachtet wird. Um genug Platz für die Projektion der Lichtscheibe zu haben, werden üblicherweise sog. Tauchobjektive mit großem Arbeitsabstand (z. B. 2–3&nbsp;mm bei einer [[numerische Apertur|numerischen Apertur]] von 1) eingesetzt, die vollständig in Wasser bzw. in eine Pufferlösung eintauchen. Daher wird in den meisten SPI-Mikroskopen um die Probe eine wassergefüllte Probenkammer konstruiert, die es auch erlaubt, die Probe bei physiologischen Bedingungen zu untersuchen (z.&nbsp;B. physiologische Salzkonzentrationen und 37&nbsp;°C).
__NOTOC__
== Siegerliste==
=== Männer ===
{| width=100%
| valign=top width=33% align=left |
* 2011 {{NZL|#}} [[Timothy Gudsell]]
* 2010 {{AUS|#}} [[Ben Kersten]]
* 2009 {{ARG|#}} [[Lucas Sebastián Haedo]]
* 2008 {{ARG|#}} [[Lucas Sebastián Haedo]]
* 2007 {{USA|#}} [[Hilton Clarke]]
* 2006 {{ARG|#}} [[Juan José Haedo]]
* 2005 {{USA|#}} [[Kyle Wamsley]]
* 2004 {{BLR|#}} [[Wiktar Rapinski]]
* 2003 {{USA|#}} [[Jonas Carney]]
* 2002 {{USA|#}} [[Jonas Carney]]
* 2001 {{CAN|#}} [[Eric Wohlberg]]
* 2000 {{USA|#}} [[Jonas Carney]]
* 1999 {{CAN|#}} [[Eric Wohlberg]]
* 1998 {{USA|#}} [[Jonas Carney]]
* 1997 {{AUS|#}} [[Brett Aitken]]
* 1996 {{AUS|#}} [[Julian Dean]]
* 1995 {{USA|#}} [[Jason Snow]]
* 1994 {{USA|#}} [[James Carney]]
* 1993 {{NZL|#}} [[Gary Anderson (Radsportler)|Gary Anderson]]
* 1992 {{USA|#}} [[Jonas Carney]]
* 1991 {{USA|#}} [[Brian Moroney]]
* 1990 {{USA|#}} [[Matt Eaton]]
| valign=left align=top width=33% |
* 1989 {{NZL|#}} [[Graeme Miller]]
* 1988 {{ITA|#}} [[Roberto Gaggioli]]
* 1987 {{USA|#}} [[Paul Pearson]]
* 1986 {{BEL|#}} [[Marc Maertens]]
* 1985 {{USA|#}} [[Matt Eaton]]
* 1984 {{USA|#}} [[Davis Phinney]]
* 1983 {{CAN|#}} [[Steve Bauer]]
* 1982 {{IRL|#}} [[Gary Tevisiol]]
* 1981 {{USA|#}} [[Wayne Stetina]]
* 1980 {{CAN|#}} [[Steve Bauer]]
* 1979 {{USA|#}} [[William Martin (Radsportler)|William Martin]]
* 1978 {{CAN|#}} [[Jocelyn Lovell]]
* 1977 {{USA|#}} [[Dave Ware]]
* 1976 {{USA|#}} [[Dave Boll]]
* 1975 {{USA|#}} [[Rory O'Reilly]]
* 1974 {{USA|#}} [[Ron Skarin]]
* 1973 {{USA|#}} [[Ron Skarin]]
* 1972 {{USA|#}} [[Roger Young (Radsportler)|Roger Young]]
* 1971 {{USA|#}} [[Edward Parrott]]
* 1970 {{TTO|#}} [[Robert Farrell]]
* 1969 {{USA|#}} [[Jack Simes]]
* 1968 {{DEU-1949|#}} [[Siegfried Koch]]
* 1967 {{USA|#}} [[Jack Simes]]
| valign=left align=top width=33% |
* 1966 {{USA|#}} [[John Aschen]]
* 1965 {{DEU-1949|#}} [[Eckhard Viehöver]]
* 1964 {{USA|#}} [[Hans Wolfe]]
* 1963 {{USA|#}} [[Olaf Moetus]]
* 1962 {{USA|#}} [[Richard Centore]]
* 1961 {{USA|#}} [[Hans Wolfe]]
* 1960 {{USA|#}} [[Mike Hiltner]]
* 1959 {{USA|#}} [[Rupert Waitl]]
* 1958 {{USA|#}} [[Art Longsjo]]
* 1957 {{USA|#}} [[Arnold Uhrlass]]
* 1956 {{USA|#}} [[Jack Heid]]
* 1955 {{CAN|#}} [[Patrick Murphy (Radsportler)|Patrick Murphy]]
* 1954 {{USA|#}} [[John Chiselko]]
* 1953 {{USA|#}} [[Hugh Starrs]]
* 1952 {{USA|#}} [[Ernest Seubert]]
* 1951 {{USA|#}} [[Francis Mertens]]
* 1950 {{USA|#}} [[Richard Cortright]]
* 1949 {{USA|#}} [[Frank Brilando]]
* 1948 {{USA|#}} [[Donald Sheldon]]
* 1947 {{USA|#}} [[Donald Sheldon]]
* 1943-1946 ''nicht ausgetragen''
* 1942 {{USA|#}} [[Carl Anderson (Radsportler)|Carl Anderson]]
* 1941 {{USA|#}} [[Furman Kugler]]
* 1940 {{USA|#}} [[Furman Kugler]]
|}


Das Fokussieren unterschiedlicher Teile der Probe erfolgt hier (im Gegensatz zur Weitfeld-[[Fluoreszenzmikroskopie]]) typischerweise nicht durch Verschieben des Objektives (dann müsste auch die Position der Lichtscheibe entsprechend geändert werden), sondern durch das Verschieben der Probe selbst.
=== Frauen ===
{| width=66%
| valign=top width=50% align=left |
* 2011 {{USA|#}} [[Theresa Cliff-Ryan]]
* 2010 {{USA|#}} [[Theresa Cliff-Ryan]]
* 2009 {{USA|#}} [[Tina Pic]]
* 2008 {{USA|#}} [[Tina Pic]]
* 2007 {{USA|#}} [[Theresa Cliff-Ryan]]
* 2006 {{USA|#}} [[Tina Pic]]
* 2005 {{USA|#}} [[Laura Van Gilder]]
* 2004 {{USA|#}} [[Melissa Sanbom]]
* 2003 {{USA|#}} [[Sarah Uhl]]
* 2002 {{USA|#}} [[Laura Van Gilder]]
* 2001 {{CAN|#}} [[Kerry Underwood]]
* 2000 {{USA|#}} [[Tina Mayolo]]
* 1999 {{USA|#}} [[Laura Van Gilder]]
* 1998 {{USA|#}} [[Karen Bliss]]
* 1997 {{USA|#}} [[Karen Bliss]]
* 1996 {{USA|#}} [[Jessica Grieco]]
* 1995 {{USA|#}} [[Jessica Grieco]]
* 1994 {{USA|#}} [[Jeanne Golay]]
| valign=left align=top width=50% |
* 1993 {{SWE|#}} [[Marianne Berglund]]
* 1992 {{USA|#}} [[Laura Charmeda]]
* 1991 {{USA|#}} [[Karen Bliss]]
* 1990 {{USA|#}} [[Jan Bolland]]
* 1989 {{USA|#}} [[Susan Elias]]
* 1988 {{USA|#}} [[Susan Elias]]
* 1987 {{NED|#}} [[Henny Top]]
* 1986 {{USA|#}} [[Peggy Mass]]
* 1985 {{CAN|#}} [[Sophie Eaton]]
* 1984 {{USA|#}} [[Sue Novara]]
* 1983 {{USA|#}} [[Sue Novara]]
* 1982 {{USA|#}} [[Sue Novara]]
* 1981 {{CAN|#}} [[Karen Strong]]
* 1980 {{CAN|#}} [[Karen Strong]]
* 1979 {{CAN|#}} [[Karen Strong]]
* 1978 {{USA|#}} [[Sue Novara]]
* 1977 {{CAN|#}} [[Karen Strong]]
* 1976 {{USA|#}} [[Mary Jane Reoch]]
|}


=== Einige Erweiterungen der Technik ===
== Anmerkungen und Einzelnachweise ==
Seit den ersten Implementierungen des SPIM-Prinzips, wurden einige Erweiterungen vorgestellt, die die Eigenschaften eines SPI-Mikroskops verbessern oder den Aufbau vereinfachen:
<references />
* Zwei gegenläufige Lichtscheiben verringern typische SPIM-Artefakte, wie z. B. Abschattungen (siehe erster z-stack oben).<ref name="DOI10.1364/OL.32.002608">{{cite journal| author = Jan Huisken, Didier Y. R. Stainier| year = 2007| title = Even fluorescence excitation by multidirectional selective plane illumination microscopy (mSPIM)| journal = Optics Letters| volume = 32| issue = 17| pages = 2608| doi = 10.1364/OL.32.002608| id = {{ISSN|0146-9592}}| url = http://www.opticsinfobase.org/abstract.cfm?URI=ol-32-17-2608}}</ref>
* Zusätzlich zu den gegenläufigen Lichtscheiben wurde 2012 vorgeschlagen zwei Detektionsarme in ein SPIM zu integrieren, was die Messung von z- und Rotations-Stacks deutlich verschnellert.<ref name="DOI10.1038/nmeth.2062">{{cite journal| author = Raju Tomer, Khaled Khairy, Fernando Amat, Philipp J Keller| year = 2012| month = 6| day = 3| title = Quantitative high-speed imaging of entire developing embryos with simultaneous multiview light-sheet microscopy| journal = Nature Methods| volume = 9| issue = 7| pages = 755–763| doi = 10.1038/nmeth.2062| id = {{ISSN|1548-7091}} }}</ref><ref name="DOI10.1038/nmeth.2064">{{cite journal| author = Uros Krzic, Stefan Gunther, Timothy E Saunders, Sebastian J Streichan, Lars Hufnagel| year = 2012| month = 6| day = 3| title = Multiview light-sheet microscope for rapid in toto imaging| journal = Nature Methods| volume = 9| issue = 7| pages = 730–733| doi = 10.1038/nmeth.2064| id = {{ISSN|1548-7091}} }}</ref> Beide zusammen sind für eine vollständige 3D-Rekonstruktion der Probe nötig.
* Die Lichtscheibe kann auch erzeugt werden, indem ein normaler Laserfokus hoch- und runtergescannt wird.<ref name="DOI10.1126/science.1162493">{{cite journal| author = P. J. Keller, A. D. Schmidt, J. Wittbrodt, E. H.K. Stelzer| year = 2008| month = 11| day = 14| title = Reconstruction of Zebrafish Early Embryonic Development by Scanned Light Sheet Microscopy| journal = Science| volume = 322| issue = 5904| pages = 1065–1069| doi = 10.1126/science.1162493| id = {{ISSN|0036-8075}}| url = http://www.marcottelab.org/users/CH391L/Handouts/1065.pdf}}</ref> Dieses verfahren ermöglicht es auch selbsterhaltende Laserstrahlen, wie etwa [[Bessel-Strahl]]en zu verwenden, die die Eindringtiefe des lightsheets in die Probe deutlich erhöhen, weil der negative Effekt der [[Streuung (Physik)|Streuung]] an der Probe gemindert wird.<ref name="PMID21164769">F. O. Fahrbach, A. Rohrbach: ''A line scanned light-sheet microscope with phase shaped self-reconstructing beams.'' In: ''Optics express.'' Band 18, Nummer 23, November 2010, S.&nbsp;24229–24244, {{ISSN|1094-4087}}. PMID 21164769. </ref><ref name="PMID21378978">T. A. Planchon, L. Gao, D. E. Milkie, M. W. Davidson, J. A. Galbraith, C. G. Galbraith, E. Betzig: ''Rapid three-dimensional isotropic imaging of living cells using Bessel beam plane illumination.'' In: ''Nature methods.'' Band 8, Nummer 5, Mai 2011, S.&nbsp;417–423, {{ISSN|1548-7105}}. {{DOI|10.1038/nmeth.1586}}. PMID 21378978. </ref>
* Bei der sog. {{lang|en|Oblique Plane Microscopy}} (OPM)<ref name="DOI10.1364/OE.16.020306">{{cite journal| author = C. Dunsby| year = 2008| title = Optically sectioned imaging by oblique plane microscopy| journal = Optics Express| volume = 16| issue = 25| pages = 20306| doi = 10.1364/OE.16.020306| id = {{ISSN|1094-4087}}| url = http://www.opticsinfobase.org/abstract.cfm?URI=oe-16-25-20306}}</ref> wird das Detektionsobjektiv auch zur Projektion des lightsheets verwendet. Dieses verlässt das Objektiv unter einem Winkel von etwa 60° und zusätzliche Optik im Detektionsstrahlengang des Mikroskops wird eingesetzt, um auch die Fokusebene bzw. Detektionsebene entsprechend zu kippen.
* Eine Fluoreszenzanregung nach dem [[Multiphotonenmikroskop|Zweiphotonen-Prinzip]] (zwei Photonen doppelter Wellenlänge regen den Fluorophor zusammen an) wurde realisiert. Diese Beleuchtungsmodalität verbessert vor allem die Eindringtiefe in streuende Proben.<ref name="DOI10.1364/OE.21.005998">{{cite journal| author = Zeno Lavagnino, Francesca Cella Zanacchi, Emiliano Ronzitti, Alberto Diaspro| authorlink =| year = 2013| month = | day = | title = Two-photon excitation selective plane illumination microscopy (2PE-SPIM) of highly scattering samples: characterization and application| journal = Optics Express| volume = 21| issue = 5| pages = 5998| doi = 10.1364/OE.21.005998| pmid = | id = {{ISSN|1094-4087}}| url = http://www.opticsinfobase.org/abstract.cfm?URI=oe-21-5-5998}}</ref>
* SPIM wurde als Mikroskopietechnik in Verbindung mit [[Fluoreszenz-Korrelations-Spektroskopie]] (SPIM-FCS) eingesetzt, um räumlich aufgelöste Mobilitätskarten fluoreszierender Teilchen (z. B. fluoreszierende Mikrosphären, [[Quanten-Dot]]s oder fluoreszenzmarkierte Proteine) in lebenden biologischen Proben/Organismen zu messen.<ref name="PMID21822256"/><ref name="PMID20588915"/>
* LSFM wurde auch mit {{lang|en|super resolution microscopy}} Techniken kombiniert, um die Abbe'sche Auflösungsgrenze zu überwinden.<ref name="DOI10.1038/nmeth.1744">{{cite journal| author = Francesca Cella Zanacchi, Zeno Lavagnino, Michela Perrone Donnorso, Alessio Del Bue, Laura Furia, Mario Faretta, Alberto Diaspro| authorlink =| year = 2011| month = 10| day = 9| title = Live-cell 3D super-resolution imaging in thick biological samples| journal = Nature Methods| volume = 8| issue = 12| pages = 1047–1049| doi = 10.1038/nmeth.1744| pmid = | id = {{ISSN|1548-7091}} }}</ref><ref name="DOI10.1117/1.3324890">{{cite journal| author = Jerome Mertz, Jinhyun Kim| authorlink =| year = 2010| month = | day = | title = Scanning light-sheet microscopy in the whole mouse brain with HiLo background rejection| journal = Journal of Biomedical Optics| volume = 15| issue = 1| pages = 016027| doi = 10.1117/1.3324890| pmid = | id = {{ISSN|10833668}}| url = http://biomedicaloptics.spiedigitallibrary.org/article.aspx?doi=10.1117/1.3324890}}</ref> Auch das [[STED-Mikroskop|{{lang|en|stimulated emission depletion}}]] (STED) Prinzip wurde für die Lichtscheiben-Beleuchtung implementiert, um die Dicke der Lichtscheibe zu reduzieren und damit die longitudinale Auflösung zu verbessern.<ref name="PMID21504720">M. Friedrich, Q. Gan, V. Ermolayev, G. S. Harms: ''STED-SPIM: Stimulated emission depletion improves sheet illumination microscopy resolution.'' In: ''Biophysical journal.'' Band 100, Nummer 8, April 2011, S.&nbsp;L43–L45, {{ISSN|1542-0086}}. {{DOI|10.1016/j.bpj.2010.12.3748}}. PMID 21504720. {{PMC|3077687}}. </ref>

=== Probenhalterung ===
[[File:Lsfm_samplemounting.svg|thumb|Verschiedene Probenhalterungen für ein LSFM: Ein in einen hängenden Gel-Zylinder eingeschlossenes Embryo, eine Pflanze wächst in einem stehenden Gel-Zylinder, adhärente Zellen auf einem Glasplättchen und flüssige Proben in durchsichtigen Probenpäckchen.]]
Die Trennung der Beleuchtungs und Detektionsstrahlengängen in den meisten LSFMs und die Tatsache, dass diese meist in einer horizontalen Ebene angeordnet sind, macht spezielle Probenhalterungen notwendig. Die Proben werden oft von oben hängend oder auf einem stehenden Halter montiert (siehe Abbildungen rechts). Für verschiedene Proben wurden verschiedene Halterungen entwickelt:
* Tote (z. B. [[Fixierung (Präparationsmethode)|fixierte]]) und große Proben können auf einen Halter in der Probenkammer z. B. mit Klebstoff befestigt werden.
* Größere lebende Organismen (Embryos ...) können sediert und dann in einen weichen Gelzylinder eingeschlossen werden, der aus einer Glas- oder Plastikkapilare herausgeschoben wird
* Adhärente Zellen lässt man direkt auf kleine Glasplättchen aufwachsen, die dann von oben in die Probenkammer hängen.
* Pflanzen können wirkt in klaren Gelen wachsen, wenn die Gele mit einem geeigneten Wachstums- und Nährmedium hergestellt wurden. Die Gele werden typischerweise um die Beobachtungsregiun entfernt, damit sie durch Streuung und Absorption die Qualität der Lichtscheibe nicht verschlechtern.<ref name="DOI10.1111/j.1365-313X.2011.04692.x">{{cite journal| author = Alexis Maizel, Daniel von Wangenheim, Fern n Federici, Jim Haseloff, Ernst H.K. Stelzer| authorlink =| year = 2011| month = 10| day = | title = High-resolution live imaging of plant growth in near physiological bright conditions using light sheet fluorescence microscopy| journal = The Plant Journal| volume = 68| issue = 2| pages = 377–385| doi = 10.1111/j.1365-313X.2011.04692.x| pmid = | id = {{ISSN|09607412}}}}</ref>
* Flüssige Proben (z. B. für SPIM-FCS) können in kleine Päckchen aus einer dünnen Plastikfolie eingeschweißt werden. Wichtig ist, dass die Plastikfolie denselben Brechungsindex wie das umgebende Medium aufweist, um die Abbildungsleistung des SPIM nicht zu stören.<ref name="PMID20588915">T. Wohland, X. Shi, J. Sankaran, E. H. Stelzer: ''Single plane illumination fluorescence correlation spectroscopy (SPIM-FCS) probes inhomogeneous three-dimensional environments.'' In: ''Optics express.'' Band 18, Nr. 10, {{ISSN|1094-4087}}, 2010, S.&nbsp;10627–10641, PMID 20588915.</ref>

Es wurden auch einige LSFMs entwickelt, die den Anregungs- und Detektionsstrahlengang in einer aufrechten Ebene realisieren. Damit können Proben auch mit mikroskopischen Standardmethoden (z. B. Zellen in einer Petrischale) montiert werden. Auch eine Kombination eines LSFM mit einem darunter liegenden inversen Mikroskop wird möglich.<ref name="DOI10.1016/j.neuron.2008.01.011">{{cite journal| author = Terrence F. Holekamp, Diwakar Turaga, Timothy E. Holy| authorlink =| year = 2008| month = 03| day = 13| title = Fast Three-Dimensional Fluorescence Imaging of Activity in Neural Populations by Objective-Coupled Planar Illumination Microscopy| journal = Neuron| volume = 57| issue = 5| pages = 661–672| doi = 10.1016/j.neuron.2008.01.011| pmid = | id = {{ISSN|08966273}}| url = http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0896627308000445}}</ref><ref name="PMID21822256">J. Capoulade, M. Wachsmuth, L. Hufnagel, M. Knop: ''Quantitative fluorescence imaging of protein diffusion and interaction in living cells.'' In: ''Nature biotechnology.'' Band 29, Nummer 9, September 2011, S.&nbsp;835–839, {{ISSN|1546-1696}}. {{DOI|10.1038/nbt.1928}}. PMID 21822256.</ref><ref name="DOI10.1073/pnas.1108494108">{{cite journal| author = Y. Wu, A. Ghitani, R. Christensen, A. Santella, Z. Du, G. Rondeau, Z. Bao, D. Colon-Ramos, H. Shroff| authorlink =| year = 2011| month = 10| day = 25| title = Inverted selective plane illumination microscopy (iSPIM) enables coupled cell identity lineaging and neurodevelopmental imaging in Caenorhabditis elegans| journal = Proceedings of the National Academy of Sciences| volume = 108| issue = 43| pages = 17708–17713| doi = 10.1073/pnas.1108494108| pmid = | id = {{ISSN|0027-8424}}| url = http://www.pnas.org/cgi/doi/10.1073/pnas.1108494108}}</ref>

== Auflösungsvermögen ==
Die Beobachtung erfolgt bei SPIM über ein Mikroskopobjektiv, welches in die wassergefüllte Probenkammer eintaucht und die Probe direkt abbildet. Damit ist die laterale Auflösung vollständig durch dieses Objektiv gegeben und erreicht maximal etwa eine halbe bis eine Wellenlänge (also z. B. bei grüner Fluoreszenz etwa 250–500 nm).<ref name="PMID17578115" /> Die axiale Auflösung ist deutlich schlechter (typischerweise mehr als einen Faktor 4). Sie kann aber etwas verbessert werden, indem das Lichtblatt dünner gemacht wird, sodass nur in einem Teil des Beobachtungsfokus Fluoreszenz angeregt wird. Idealerweise wird so die axiale Auflösung gleich der lateralen.

Im Vergleich mit einem normalen Weitfeldmikroskop ist die axiale Auflösung deutlich besser. Für kleine numerische Aperturen ist die axiale Auflösung sogar besser als bei konfokalen Mikroskopen, bei größeren numerischen Aperturen ist sie noch in einer vergleichbaren Größenordnung.<ref name="PMID17578115" /> Im Vergleich zur konfokalen Mikroskopie wird das Bild nicht in 3D abgerastert, sondern in Scheiben, von denen jeweils alle Bildpunkte gleichzeitig aufgenommen werden können.

== Geschichte ==
Anfang des 20. Jahrhunderts wurde von R. A. Zsigmondy mit dem [[Ultramikroskop]] ein neues Beleuchtungsverfahren in die Dunkelfeldmikroskopie eingeführt. Dabei beleuchtet Sonnenlicht oder eine Weißlichtlampe, einen [[Optischer Spalt|optischen Spalt]], der dann mit einer Linse in die Probe abgebildet wird. Kleine Teilchen, die das so gebildete Lichtblatt durchlaufen, können anhand ihres Streulichts unter einem rechten Winkel zur Beleuchtung mit einem Beobachtungsmikroskop beobachtet werden. Dieses Mikroskop erlaubte die Beobachtung von Teilchen kleiner als die optische Auflösung des Beobachtungsmikroskops und führte 1925 zur vergabe des Nobelpreises an Zsigmondy.<ref name="ultramicroscope">Nobelpreis-Vorlesung von R. A. Zsigmondy (englisch): [http://nobelprize.org/nobel_prizes/chemistry/laureates/1925/zsigmondy-lecture.pdf Properties of colloids] (PDF; 108 kB), mit einer Abbildung und kurzen Erklärung zum Ultramikroskop</ref>

Die erste Anwendung dieses Beleuchtungsprinzips für die Fluoreszenzmikroskopie wurde ab 1993 von ''Voie et al.'' unter dem Namen {{lang|en|Orthogonal-plane fluorescence optical sectioning}} (OPFOS) veröffentlicht.<ref name="DOI10.1111/j.1365-2818.1993.tb03346.x"/> Damals zur Abbildung der inneren Struktur der [[Cochlea]]. Damals mit einer Auflösung von 10&nbsp;µm lateral und 26&nbsp;µm longitudinal, allerdings bei einer Probengröße im Millimeterbereich. Zur Formung der Lichtscheibe wurde eine einfach Zylinderlinse verwendet. Eine weitere Entwicklung und Verbesserung des Verfahrens erfolgte dann ab 2004.<ref name="PMID15310904"/> Danach fand die Technik weite Anwendung und wird bis heute durch neue Varianten angepasst (siehe oben). Seit 2010 sind Ultramikroskope mit Fluoreszenzanregung und niedriger Auflösung<ref>[http://lavisionbiotec.com/2010.html Presseveröffentlichung von LaVision Biotech] (abgerufen am 4. November 2012)</ref> und seit 2012 auch SPIM-Mikroskope kommerziell verfügbar.<ref name="zeissspim">[http://www.zeiss.de/C1256A770030BCE0/WebViewTopNewsAllD/0697BEB6E5486642C1257A95002CC879?OpenDocument Carl Zeiss-Presseveröffentlichung zum ''Lichtblattmikroskopsystem Lightsheet Z.1''] (abgerufen am 4. November 2012)</ref> Eine gute Übersicht über die Entwicklung findet sich z. B. in Ref.<ref name="DOI10.1369/0022155410394857">{{cite journal| author = P. A. Santi| year = 2011| month = 02| day = 01| title = Light Sheet Fluorescence Microscopy: A Review| journal = Journal of Histochemistry & Cytochemistry| volume = 59| issue = 2| pages = 129–138| doi = 10.1369/0022155410394857| id = {{ISSN|0022-1554}}| url = http://jhc.sagepub.com/lookup/doi/10.1369/0022155410394857}}</ref> In den Jahren 2012/2013 wurden erste [[Open Source]] Projekte zu LSFMs gestartet. Diese veröffentlichen den kompletten Bauplan, incl. der nötigen Software für den Aufbau eines LSFMs.<ref name="openspim">[http://openspim.org OpenSPIM project webpage] (abgerufen am 8. Juni 2013)</ref><ref name="DOI10.1038/nmeth.2507">{{cite journal| author = Peter G Pitrone, Johannes Schindelin, Luke Stuyvenberg, Stephan Preibisch, Michael Weber, Kevin W Eliceiri, Jan Huisken, Pavel Tomancak| authorlink =| year = 2013| month = 6| day = 9| title = OpenSPIM: an open-access light-sheet microscopy platform| journal = Nature Methods| volume = | issue = | pages = | doi = 10.1038/nmeth.2507| pmid = | id = {{ISSN|1548-7091}} }}</ref><ref name="openspin">[https://sites.google.com/site/openspinmicroscopy/ The OpenSPIN project webpage] (abgerufen am 8. Juni 2013)</ref><ref name="DOI10.1038/nmeth.2508">{{cite journal| author = Emilio J Gualda, Tiago Vale, Pedro Almada, Jos A Feij, Gabriel G Martins, Nuno Moreno| authorlink =| year = 2013| month = 6| day = 9| title = OpenSpinMicroscopy: an open-source integrated microscopy platform| journal = Nature Methods| volume = | issue = | pages = | doi = 10.1038/nmeth.2508| pmid = | id = {{ISSN|1548-7091}} }}</ref>

== Anwendung ==
SPIM wird oft in der Entwicklungsbiologie eingesetzt, wo sie z.&nbsp;B. die Langzeitbeobachtung der embryonalen Entwicklung ermöglicht.<ref name="PMID17339847">P. J. Verveer, J. Swoger, F. Pampaloni, K. Greger, M. Marcello, E. H. Stelzer: ''High-resolution three-dimensional imaging of large specimens with light sheet-based microscopy.'' In: ''[[Nature methods]].'' Band 4, Nr. 4, 2007, {{ISSN|1548-7091}}, S.&nbsp;311–313, {{DOI|10.1038/nmeth1017}}, PMID 17339847.</ref><ref name="PMID15310904">J. Huisken, J. Swoger, F. Del Bene, J. Wittbrodt, E. H. Stelzer: ''Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy.'' In: ''[[Science]].'' Band 305, Nr. 5686, 2004, {{ISSN|1095-9203}}, S.&nbsp;1007–1009, {{DOI|10.1126/science.1100035}}, PMID 15310904. </ref> Sie kann aber auch mit Techniken, wie [[Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie]] kombiniert werden, um ortsaufgelöste Mobilitätsmessungen fluoreszierender Teilchen (z.&nbsp;B. Beads, Quanten-Dots, fluoreszenzmarkierte Proteine) in (biologischen) Proben zu ermöglichen.<ref name="PMID20588915" /><ref name="PMID21822256">J. Capoulade, M. Wachsmuth, L. Hufnagel, M. Knop: ''Quantitative fluorescence imaging of protein diffusion and interaction in living cells.'' In: ''[[Nature Biotechnology]]'.' Band 29, Nr. 9, 2011, {{ISSN|1087-0156}}, S.&nbsp;835–839, {{DOI|10.1038/nbt.1928}}, PMID 21822256. </ref>

<center><gallery perrow="5">
File:Live-cell-division-dynamics-monitoring-in-3D-large-spheroid-tumor-models-using-light-sheet-1747-1028-6-22-S9.ogv|SPIM-Aufnahme eines lebenden Zell-Sphäroiden, deren Zellkerne mit dem Fusionsprotein [[Histon 2B|H2B]]-HcRed gelabelt sind.<ref name="DOI10.1186/1747-1028-6-22">{{cite journal| author = Corinne Lorenzo, Céline Frongia, Raphael Jorand, Jérome Fehrenbach, Pierre Weiss, Amina Maandhui, Guillaume Gay, Bernard Ducommun, Valérie Lobjois| authorlink =| year = 2011| month = | day = | title = Live cell division dynamics monitoring in 3D large spheroid tumor models using light sheet microscopy| journal = Cell Division| volume = 6| issue = 1| pages = 22| doi = 10.1186/1747-1028-6-22| pmid = | id = {{ISSN|1747-1028}}| url = http://www.celldiv.com/content/6/1/22}}</ref>
File:High-Speed-Imaging-of-Amoeboid-Movements-Using-Light-Sheet-Microscopy-pone.0050846.s005.ogv| SPIM-Bilder einer [[Amöbe]], deren Membran mit DiI gelabelt wurde<ref name="DOI10.1371/journal.pone.0050846">{{Literatur| Autor=Daisuke Takao, Atsushi Taniguchi, Takaaki Takeda, Seiji Sonobe, Shigenori Nonaka, Alexandre J. Kabla| Titel=High-Speed Imaging of Amoeboid Movements Using Light-Sheet Microscopy| Sammelwerk=PLoS ONE| Band=7| Nummer=12| Jahr=2012| Monat=12| Tag=5| Seiten=e50846| PMID=| ISSN=1932-6203| Originaltitel=| Originalsprache=| DOI=10.1371/journal.pone.0050846}}</ref>
File:Hela 4xegfp SPIM transmission.ogv|[[HeLa-Zellen]], die Tetramere des [[Grün fluoreszierendes Protein|grün fluoreszierenden Proteins EGFP]] exprimieren. Links ist ein Durchlichtbild und rechts ein mit einem SPIM aufgezeichnetes Bild zu sehen. Typische SPIM-Artefakte, wie etwa Abschattungen sind deutlich zu erkennen. Das Licht wurde von unten eingestrahlt.
File:Hela 4xegfp SPIM.ogv|Volmetrische Rekonstruktion des SPIM z-stacks links
Image:Brownianmotion_beads_in_water_spim_video.gif|[[Brownsche Bewegung]] von fluoreszierenden Latex-Kügelchen (Durchmesser etwa 20&nbsp;nm) in Wasser, aufgenommen mit einem SPI-Mikroskop.
</gallery></center>

== Literatur ==
*Übersichtsartikel:
** {{cite journal |first=J. |last=Huisken |first2=D.Y.R. |last2=Stainier |date=2009-05-22 |title=Selective plane illumination microscopy techniques in developmental biology |journal=Development |volume=136 |issue=12 |pages=1963–1975 |doi=10.1242/dev.022426 |id={{ISSN|0950-1991}} |url=http://dev.biologists.org/cgi/doi/10.1242/dev.022426 |accessdate=2012-10-27}}
** {{cite journal| author = P. A. Santi| year = 2011| month = 02| day = 01| title = Light Sheet Fluorescence Microscopy: A Review| journal = Journal of Histochemistry & Cytochemistry| volume = 59| issue = 2| pages = 129–138| doi = 10.1369/0022155410394857| id = {{ISSN|0022-1554}}| url = http://jhc.sagepub.com/lookup/doi/10.1369/0022155410394857}}


== Weblinks ==
== Weblinks ==
* [http://www.youtube.com/watch?v=MefTPoeVQ3w&feature=share&list=PL7FC088E07700172B Video eines typischen Experiments aus der Entwicklungsbiologie mit einem SPIM]: In dem verlinkten Video wurde die Entwicklung eines Fruchtfliegen-Embryos über ca. 20 Stunden beobachtet. Es zeigt zwei Projektionen des kompletten 3D-Datensatzes.
* [http://www.tourofsomerville.org/news.html tourofsomerville.org]
* [http://www.usbhof.org/inductee-by-year/33-tour-of-somerville Tour of Somerville auf usbhof.org]


== Einzelnachweise ==
[[Kategorie:Eintagesrennen]]
<references />
[[Kategorie:Radsport in den Vereinigten Staaten]]
[[Kategorie:Sportveranstaltung in den Vereinigten Staaten]]
[[Kategorie:Frauenradrennen]]
[[Kategorie:Mitglied der US Bicycling Hall of Fame]]


[[Kategorie:Lichtmikroskopie]]
[[en:Tour of Somerville]]
[[Kategorie:Biophysikalische Methode]]
[[Kategorie:Optisches Messgerät]]
[[Kategorie:Laseranwendung]]
[[Kategorie:Wikipedia:Artikel mit Video]]

Version vom 6. Januar 2015, 18:59 Uhr

Prinzip der Beleuchtung bei der Lichtscheibenmikroskopie. Anregungslicht für die Fluoreszenz (hier blau dargestellt) wird durch optische Elemente in eine Lichtscheibe (auch: Lichtblatt) umgeformt, die die Probe (grün) durchdringt und dort Fluoreszenz auslöst. Diese wird vom Objektiv aufgenommen und über den gewöhnlichen Strahlengang des Mikroskops auf eine Kamera abgebildet.

Die Lichtscheibenmikroskopie bzw. Lichtscheibenfluoreszenzmikroskopie, kurz LSFM (von englisch Lightsheet Fluorescence Microscopy) oder SPIM (von englisch Single Plane Illumination Microscopy, Selective Plane Illumination Microscopy, auch Lightsheet Microscopy und Lichtblattmikroskopie) ist ein fluoreszenzmikroskopisches Verfahren, bei dem nur eine dünne Schicht in der Probe beleuchtet wird, typischerweise einige Mikrometer. Verglichen mit herkömmlicher Fluoreszenzmikroskopie führt dies zu besserer Auflösung und deutlich vermindertem Bildhintergrund. Außerdem werden negative Effekte durch Bleichen oder lichtinduzierten Stress in biologischen Proben vermindert.

Vergleich verschiedener Fluoreszenzmikroskopie-Methoden (LSFM: Lichtscheibenfluoreszenzmikroskopie, WF: Weitfeld-Auflichtfluoreszenzmikroskopie, CF: Confocale Mikroskopie). ill: Beleuchtung (Illumination); det: Detektion. LSFM zeigt gutes z-sectioning und beleuchtet nur diejenige Ebene der Probe, die auch beobachtet werden.

Das Verfahren wird in der Zellbiologie[1] und auch zu Fluoreszenzuntersuchungen an lebenden Organismen verwendet.[2] Viele Anwendungen finden sich auch bei Langzeitbeobachtungen der Embryonalentwicklung in Modellorganismen (Entwicklungsbiologie).

Die Anfang des 21. Jahrhunderts entwickelte Lichtscheibenmikroskopie[3] [4] führte eine Beleuchtungsgeometrie in die Fluoreszenzmikroskopie ein, die in vergleichbarer Form Anfang des 20. Jahrhunderts mit dem Spaltultramikroskop bereits erfolgreich in der Dunkelfeldmikroskopie verwendet wurde.[5]

Aufbau

Grundlegender Aufbau

Illustration verschiedener LSFM-Typen. Details finden sich im Fließtext. Legende: CAM = Kamera, TL = Tubuslinse, F = Filter, DO = Detektionsobjektiv, S = Probe, SC = Probenkammer, PO = Projektionsobjektiv, CL = Zylinderlinse, SM = Scan-Spiegel

Bei dieser Art der Mikroskopie[6] wird senkrecht zur Beobachtungsrichtung Anregungslicht eingestrahlt (typischerweise durch einen Laser, der auf die Absorptionsbanden des gewählten Fluoreszenzfarbstoffes abgestimmt ist, z. B. aus einem Argon-Laser bei 488 nm für grün fluoreszierendes Protein). Der aufgeweitete, kollimierte Laserstrahl wird mit Hilfe einer Zylinderlinse nur in einer Richtung fokussiert. So ergibt sich im Fokus eine „Lichtscheibe“, die nur eine dünne Schicht innerhalb der Probe ausleuchtet. Um die numerische Apertur der Lichtscheibe zu erhöhen (und ihre Dicke so zu reduzieren), wird üblicherweise eine Kombination aus Zylinderlinse und einem Mikroskopobjektiv eingesetzt. Fluoreszenzfarbstoffmoleküle in der ausgeleuchteten Schicht werden zur Fluoreszenz angeregt, welche dann senkrecht dazu mit Hilfe eines Lichtmikroskops beobachtet wird. Um genug Platz für die Projektion der Lichtscheibe zu haben, werden üblicherweise sog. Tauchobjektive mit großem Arbeitsabstand (z. B. 2–3 mm bei einer numerischen Apertur von 1) eingesetzt, die vollständig in Wasser bzw. in eine Pufferlösung eintauchen. Daher wird in den meisten SPI-Mikroskopen um die Probe eine wassergefüllte Probenkammer konstruiert, die es auch erlaubt, die Probe bei physiologischen Bedingungen zu untersuchen (z. B. physiologische Salzkonzentrationen und 37 °C).

Das Fokussieren unterschiedlicher Teile der Probe erfolgt hier (im Gegensatz zur Weitfeld-Fluoreszenzmikroskopie) typischerweise nicht durch Verschieben des Objektives (dann müsste auch die Position der Lichtscheibe entsprechend geändert werden), sondern durch das Verschieben der Probe selbst.

Einige Erweiterungen der Technik

Seit den ersten Implementierungen des SPIM-Prinzips, wurden einige Erweiterungen vorgestellt, die die Eigenschaften eines SPI-Mikroskops verbessern oder den Aufbau vereinfachen:

  • Zwei gegenläufige Lichtscheiben verringern typische SPIM-Artefakte, wie z. B. Abschattungen (siehe erster z-stack oben).[7]
  • Zusätzlich zu den gegenläufigen Lichtscheiben wurde 2012 vorgeschlagen zwei Detektionsarme in ein SPIM zu integrieren, was die Messung von z- und Rotations-Stacks deutlich verschnellert.[8][9] Beide zusammen sind für eine vollständige 3D-Rekonstruktion der Probe nötig.
  • Die Lichtscheibe kann auch erzeugt werden, indem ein normaler Laserfokus hoch- und runtergescannt wird.[10] Dieses verfahren ermöglicht es auch selbsterhaltende Laserstrahlen, wie etwa Bessel-Strahlen zu verwenden, die die Eindringtiefe des lightsheets in die Probe deutlich erhöhen, weil der negative Effekt der Streuung an der Probe gemindert wird.[11][12]
  • Bei der sog. Oblique Plane Microscopy (OPM)[13] wird das Detektionsobjektiv auch zur Projektion des lightsheets verwendet. Dieses verlässt das Objektiv unter einem Winkel von etwa 60° und zusätzliche Optik im Detektionsstrahlengang des Mikroskops wird eingesetzt, um auch die Fokusebene bzw. Detektionsebene entsprechend zu kippen.
  • Eine Fluoreszenzanregung nach dem Zweiphotonen-Prinzip (zwei Photonen doppelter Wellenlänge regen den Fluorophor zusammen an) wurde realisiert. Diese Beleuchtungsmodalität verbessert vor allem die Eindringtiefe in streuende Proben.[14]
  • SPIM wurde als Mikroskopietechnik in Verbindung mit Fluoreszenz-Korrelations-Spektroskopie (SPIM-FCS) eingesetzt, um räumlich aufgelöste Mobilitätskarten fluoreszierender Teilchen (z. B. fluoreszierende Mikrosphären, Quanten-Dots oder fluoreszenzmarkierte Proteine) in lebenden biologischen Proben/Organismen zu messen.[15][16]
  • LSFM wurde auch mit super resolution microscopy Techniken kombiniert, um die Abbe'sche Auflösungsgrenze zu überwinden.[17][18] Auch das stimulated emission depletion (STED) Prinzip wurde für die Lichtscheiben-Beleuchtung implementiert, um die Dicke der Lichtscheibe zu reduzieren und damit die longitudinale Auflösung zu verbessern.[19]

Probenhalterung

Verschiedene Probenhalterungen für ein LSFM: Ein in einen hängenden Gel-Zylinder eingeschlossenes Embryo, eine Pflanze wächst in einem stehenden Gel-Zylinder, adhärente Zellen auf einem Glasplättchen und flüssige Proben in durchsichtigen Probenpäckchen.

Die Trennung der Beleuchtungs und Detektionsstrahlengängen in den meisten LSFMs und die Tatsache, dass diese meist in einer horizontalen Ebene angeordnet sind, macht spezielle Probenhalterungen notwendig. Die Proben werden oft von oben hängend oder auf einem stehenden Halter montiert (siehe Abbildungen rechts). Für verschiedene Proben wurden verschiedene Halterungen entwickelt:

  • Tote (z. B. fixierte) und große Proben können auf einen Halter in der Probenkammer z. B. mit Klebstoff befestigt werden.
  • Größere lebende Organismen (Embryos ...) können sediert und dann in einen weichen Gelzylinder eingeschlossen werden, der aus einer Glas- oder Plastikkapilare herausgeschoben wird
  • Adhärente Zellen lässt man direkt auf kleine Glasplättchen aufwachsen, die dann von oben in die Probenkammer hängen.
  • Pflanzen können wirkt in klaren Gelen wachsen, wenn die Gele mit einem geeigneten Wachstums- und Nährmedium hergestellt wurden. Die Gele werden typischerweise um die Beobachtungsregiun entfernt, damit sie durch Streuung und Absorption die Qualität der Lichtscheibe nicht verschlechtern.[20]
  • Flüssige Proben (z. B. für SPIM-FCS) können in kleine Päckchen aus einer dünnen Plastikfolie eingeschweißt werden. Wichtig ist, dass die Plastikfolie denselben Brechungsindex wie das umgebende Medium aufweist, um die Abbildungsleistung des SPIM nicht zu stören.[16]

Es wurden auch einige LSFMs entwickelt, die den Anregungs- und Detektionsstrahlengang in einer aufrechten Ebene realisieren. Damit können Proben auch mit mikroskopischen Standardmethoden (z. B. Zellen in einer Petrischale) montiert werden. Auch eine Kombination eines LSFM mit einem darunter liegenden inversen Mikroskop wird möglich.[21][15][22]

Auflösungsvermögen

Die Beobachtung erfolgt bei SPIM über ein Mikroskopobjektiv, welches in die wassergefüllte Probenkammer eintaucht und die Probe direkt abbildet. Damit ist die laterale Auflösung vollständig durch dieses Objektiv gegeben und erreicht maximal etwa eine halbe bis eine Wellenlänge (also z. B. bei grüner Fluoreszenz etwa 250–500 nm).[6] Die axiale Auflösung ist deutlich schlechter (typischerweise mehr als einen Faktor 4). Sie kann aber etwas verbessert werden, indem das Lichtblatt dünner gemacht wird, sodass nur in einem Teil des Beobachtungsfokus Fluoreszenz angeregt wird. Idealerweise wird so die axiale Auflösung gleich der lateralen.

Im Vergleich mit einem normalen Weitfeldmikroskop ist die axiale Auflösung deutlich besser. Für kleine numerische Aperturen ist die axiale Auflösung sogar besser als bei konfokalen Mikroskopen, bei größeren numerischen Aperturen ist sie noch in einer vergleichbaren Größenordnung.[6] Im Vergleich zur konfokalen Mikroskopie wird das Bild nicht in 3D abgerastert, sondern in Scheiben, von denen jeweils alle Bildpunkte gleichzeitig aufgenommen werden können.

Geschichte

Anfang des 20. Jahrhunderts wurde von R. A. Zsigmondy mit dem Ultramikroskop ein neues Beleuchtungsverfahren in die Dunkelfeldmikroskopie eingeführt. Dabei beleuchtet Sonnenlicht oder eine Weißlichtlampe, einen optischen Spalt, der dann mit einer Linse in die Probe abgebildet wird. Kleine Teilchen, die das so gebildete Lichtblatt durchlaufen, können anhand ihres Streulichts unter einem rechten Winkel zur Beleuchtung mit einem Beobachtungsmikroskop beobachtet werden. Dieses Mikroskop erlaubte die Beobachtung von Teilchen kleiner als die optische Auflösung des Beobachtungsmikroskops und führte 1925 zur vergabe des Nobelpreises an Zsigmondy.[23]

Die erste Anwendung dieses Beleuchtungsprinzips für die Fluoreszenzmikroskopie wurde ab 1993 von Voie et al. unter dem Namen Orthogonal-plane fluorescence optical sectioning (OPFOS) veröffentlicht.[3] Damals zur Abbildung der inneren Struktur der Cochlea. Damals mit einer Auflösung von 10 µm lateral und 26 µm longitudinal, allerdings bei einer Probengröße im Millimeterbereich. Zur Formung der Lichtscheibe wurde eine einfach Zylinderlinse verwendet. Eine weitere Entwicklung und Verbesserung des Verfahrens erfolgte dann ab 2004.[4] Danach fand die Technik weite Anwendung und wird bis heute durch neue Varianten angepasst (siehe oben). Seit 2010 sind Ultramikroskope mit Fluoreszenzanregung und niedriger Auflösung[24] und seit 2012 auch SPIM-Mikroskope kommerziell verfügbar.[25] Eine gute Übersicht über die Entwicklung findet sich z. B. in Ref.[26] In den Jahren 2012/2013 wurden erste Open Source Projekte zu LSFMs gestartet. Diese veröffentlichen den kompletten Bauplan, incl. der nötigen Software für den Aufbau eines LSFMs.[27][28][29][30]

Anwendung

SPIM wird oft in der Entwicklungsbiologie eingesetzt, wo sie z. B. die Langzeitbeobachtung der embryonalen Entwicklung ermöglicht.[31][4] Sie kann aber auch mit Techniken, wie Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie kombiniert werden, um ortsaufgelöste Mobilitätsmessungen fluoreszierender Teilchen (z. B. Beads, Quanten-Dots, fluoreszenzmarkierte Proteine) in (biologischen) Proben zu ermöglichen.[16][15]

  • SPIM-Aufnahme eines lebenden Zell-Sphäroiden, deren Zellkerne mit dem Fusionsprotein H2B-HcRed gelabelt sind.[32]
  • SPIM-Bilder einer Amöbe, deren Membran mit DiI gelabelt wurde[33]
  • HeLa-Zellen, die Tetramere des grün fluoreszierenden Proteins EGFP exprimieren. Links ist ein Durchlichtbild und rechts ein mit einem SPIM aufgezeichnetes Bild zu sehen. Typische SPIM-Artefakte, wie etwa Abschattungen sind deutlich zu erkennen. Das Licht wurde von unten eingestrahlt.
  • Volmetrische Rekonstruktion des SPIM z-stacks links
  • Brownsche Bewegung von fluoreszierenden Latex-Kügelchen (Durchmesser etwa 20 nm) in Wasser, aufgenommen mit einem SPI-Mikroskop.
    Brownsche Bewegung von fluoreszierenden Latex-Kügelchen (Durchmesser etwa 20 nm) in Wasser, aufgenommen mit einem SPI-Mikroskop.

Literatur

  • Übersichtsartikel:
    • J. Huisken, D.Y.R. Stainier: Selective plane illumination microscopy techniques in developmental biology. In: Development. 136. Jahrgang, Nr. 12, 22. Mai 2009, ISSN 0950-1991, S. 1963–1975, doi:10.1242/dev.022426 (biologists.org [abgerufen am 27. Oktober 2012]).
    • P. A. Santi: Light Sheet Fluorescence Microscopy: A Review. In: Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 59. Jahrgang, Nr. 2, 1. Februar 2011, ISSN 0022-1554, S. 129–138, doi:10.1369/0022155410394857 (sagepub.com).

Einzelnachweise

  1. ↑ Philipp J. Keller, Ernst H. K. Stelzer: Lichtscheiben-Mikroskopie in der molekularen Zellbiophysik In: LABORWELT. 7. Jahrgang, Nr. 5, 2006, S. 18–21 (Online-Version; PDF; 7,5 MB).
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